Россия
Россия
сотрудник
Воронеж, Россия
сотрудник
сотрудник
УДК 631.532/.535 Вегетативное размножение
УДК 581.14 Развитие. Рост
УДК 58.085 Наблюдения и эксперименты на частях растений, например тканях и клетках (in vivo и in vitro)
Светодиоды (СД) показали высокую эффективность при выращивании растений как in vivo в теплицах, так и in vitro, в том числе и при клональном микроразмножении. Целью данного исследования было проанализировать влияние спектрального состава светодиодных облучателей c различной долей красного (КС) и синего (СС) света на морфогенез микрорастений ремонтантной формы малины обыкновенной (Rubus idaeus L.) сорта Геракл и селекционно-ценного сорта березы пушистой (Betula pubescens Ehrh.), являющейся объектом единого генетико-селекционного комплекса (ЕГСК), ранее отобранной по признакам засухоустойчивости. В варианте 1 эксперимента соотношение КС/СС было 80/20, в варианте 2 – 70/30, в контроле 50/50. СД варианта 1 в наибольшей степени способствовал улучшению морфометрических и анатомических характеристик у микроклонов малины, увеличивая высоту побегов, число листьев, плотность устьиц, высоту листового эпидермиса и мезофилла. В то же время повышение доли КС приводило к увеличению площади отдельных листьев, общей листовой поверхности и плотности устьиц у микроклонов березы, однако анатомические характеристики листа указывают на уменьшение высоты эпидермальных клеток, размера клеток мезофилла. Таким образом, СД варианта 1 можно рекомендовать для использования при клональном микроразмножении малины в теплицах, для оптимизации процессов роста и получения нормально сформированных растений, в то же время для березы требуется дополнительный подбор оптимальных условий спектрального освещения.
Betula pubescens, Rubus idaeus, in vitro, светодиоды, спектр света, клональное микроразмножение, мезоструктура листа, морфогенез, мезофилл
1. Dutta Gupta S. Light emitting diodes for agriculture. Singapore Springer Nature Singapore Pte Ltd, Singapore. 2017: 334. DOI: https://doi.org/10.1007/978-981-10-5807-3.
2. Landi M., Zivcak M., Sytar O., Brestic M., Allakhverdiev S. I. Plasticity of photosynthetic processes and the accumulation of secondary metabolites in plants in response to monochromatic light environments: A review. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics. 2020; 1861: 148131. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2019.148131.
3. Batista D. S., Felipe S. H. S., Silva T. D. (et al.). Light quality in plant tissue culture: does it matter? In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant. 2018; 54(3): 195-215. DOI: https://doi.org/10.1007/s11627-018-9902-5.
4. Voitsekhovskaja O. V. Phytochromes and other (photo) receptors of information in plants. Russ. J. Plant Physiol. 2019; 66(3): 351-364. DOI: https://doi.org/10.1134/s1021443719030154.
5. Zakurin A. O., Shchennikova A. V., Kamionskaya A. M. Artificial-Light Culture in Protected Ground Plant Growing: Photosynthesis, Photomorphogenesis, and Prospects of LED Application. Russ. J. Plant Physiol. 2020; 67: 413-424. DOI: https://doi.org/10.1134/s102144372003022x.
6. Куделина Т. Н., Константинов А. В., Обуховская Л. В., Молчан О. В. Особенности формирования фотосинтетического аппарата микроклонов Populus tremula L. И Betula pendula Roth. при LED-освещении различного спектрального состава в процессе адаптации ex vitro. Известия Национальной академии наук Беларуси. Серия биологических наук. 2019; 64(4): 456-466. DOI: https://doi.org/10.29235/1029-8940-2019-64-4-456-466.
7. Yudina L., Sukhova E., Mudrilov M. (et al.). Ratio of Intensities of Blue and Red Light at Cultivation Influences Photosynthetic Light Reactions, Respiration, Growth, and Reflectance Indices in Lettuce. Biology. 2022; 11(1): 60. DOI: https://doi.org/10.3390/biology11010060.
8. Xiaoying L., Mingjuan Y., Xiaodong X. (et al.) Effect of light on growth and chlorophyll development in kiwifruit ex vitro and in vitro. Scientia Horticulturae. 2022; 291: 110599. DOI: https://doi.org/10.1016/j.scienta.2021.110599.
9. Chung G. J., Lee J. H., Oh M. M. Growth and Acclimation of In Vitro-Propagated M9 Apple Rootstock Plantlets under Various Visible Light Spectrums. Agronomy. 2020; 10(7): 1017. DOI: https://doihttps://doi.org/10.3390/agronomy10071017.
10. Tao R., Bai S., Ni J., Yang Q., Zhao Y., Teng Y. The blue light signal transduction pathway is involved in Planta. 2018; 248(1): 37-48. DOI: https://doihttps://doi.org/10.1007/s00425-018-2877-y.
11. Dănăilă-Guidea S. M., Delian E. An overview on blue light benefits on plants physiological performances and on plant products qualities. Scientific Papers. Series B, Horticulture. 2020; LXIV(1): 643-652.
12. Brelsford C. C., Robson T. M. Blue light advances bud burst in branches of three deciduous tree species under short-day conditions. Trees. 2018; 32(4): 1157. DOI: https://doi.org/10.1007/s00468-018-1684-1.
13. Matthews J. S., Vialet-Chabrand S., Lawson T. Role of blue and red light in stomatal dynamic behaviour. Journal of Experimental Botany. 2020; 71(7): 2253-2269. DOI: https://doi.org/10.1093/jxb/erz563.
14. Rahmati Ishka M. A surprising feature of the blue light: Regulation of leaf hydraulic conductance via an autonomous phototropin-mediated blue light signaling pathway in bundle-sheath cells. The Plant Cell. 2022; 231: 2231-2246. DOI: https://doi.org/10.1111/nph.17538.
15. Ni J., Dong L., Jiang Z. (et al.). Salicylic acid-induced flavonoid accumulation in Ginkgo biloba leaves is dependent on red and far-red light. Industrial Crops and Products. 2018; 118: 102-110. DOI:
16. Новиков А. И. Совершенствование технологии получения высококачественного лесосеменного материала : дис. ... д-ра техн. наук : 05.21.01 / Новиков Артур Игоревич ; Воронежский государственный лесотехнический университет имени Г.Ф. Морозова. - Воронеж, 2021. - 341 с.
17. Fernandes P., Tedesco S., Vieira da Silva I., Santos C., Machado H., Lourenço Costa R. A new clonal propagation protocol develops quality root systems in chestnut. Forests. 2020; 11(8): 826. DOI: https://doi.org/10.3390/f11080826.
18. Henao-Ramírez A. M., Urrea-Trujillo A. I. Somatic Embryogenesis for Clonal Propagation and Associated Molecular Studies in Cacao (Theobroma cacao L.). In Agricultural, Forestry and Bioindustry Biotechnology and Biodiscovery / Chong, P., Newman, D., Steinmacher, D. (eds). Springer, Cham. 2020: 63-102. DOI: https://doi.org/10.1007/978-3-030-51358-0_5.
19. Zeps M., Kondratovičs T., Grigžde E., Jansons Ā., Zeltiņš P., Samsone I., Matisons R. Plantlet Anatomy of Silver Birch (Betula pendula Roth.) and Hybrid Aspen (Populus tremuloides Michx.× Populus tremula L.) Shows Intraspecific Reactions to Illumination In Vitro. Plants. 2022;11(8):1097 DOI:
20. Gailis A., Samsone I., Šēnhofa S., Girgžde E., Kāpostiņš R., Jansons Ā. Silver birch (Betula pendula Roth.) culture initiation in vitro and genotype determined differences in micropropagation. New Forests. 2021; 52(5): 791-806. DOI: https://doi.org/10.1007/s11056-020-09828-9.
21. Kabylbekova B., Turdiev T., Chukanova N., Kovalchuk I. Optimization of in vitro cloning of different genotypes of fruit and berry crops. Journal of Biotechnology. 2019; 305: S59. DOI:https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2019.05.208.
22. Khlebova L. P., Titova A. M., Pirogova A. V. Biotechnological approaches to the reproduction of remontant forms of red raspberry. Ukrainian Journal of Ecology. 2019; 9(3): 402-405. URL:
23. Oseni O. M., Pande V., Nailwal T. K. A review on plant tissue culture, a technique for propagation and conservation of endangered plant species. International journal of current microbiology and applied sciences. 2018; 7(7): 3778-3786. DOI:
24. Анели Н. А. Атлас эпидермы листа. Тбилиси : Мецниерба, 1975. 105 с.
25. Lin C., Ahmad M., Cashmore A. R. Arabidopsis cryptochrome1 is a soluble protein mediating blue light-dependent regulation of plant growth and developmentThe Plant Journal. 1996; 10(5): 893-902. DOI: https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.1996.10050893.x.
26. Su J., Liu B., Liao J., Yang, Z., Lin C., Oka Y. Coordination of cryptochrome and phytochrome signals in the regulation of plant light responses. Agron. J. 2017; 7(1): 1-22. DOI: https://doi.org/10.3390/agronomy7010025.
27. Nacheva L., Dimitrova N., Koleva-Valkova L., Tarakanov I., Vassilev A. Effect of LED lifgtning on the growth of raspberry (Rubus idaeus L.) plants in vitro. Agric. Sci. 2021; 13(29): 126-140. DOI: https://doi.org/10.22620/agrisci.2021.29.015.
28. Kudelina T. N., Krivobok A. S., Bibikova T. N., Molchan O. V. Features of Arabidopsis thaliana photomorphogenesis when using LED-lighting with different spectral composition. Proceedings of the National Academy of Sciences of Belarus, Biological Series. 2021; 66(1): 42-52. DOI: https://doi.org/10.29235/1029-8940-2021-66-1-42-52.
29. Яковцева М. Н., Говорова Г. Ф., Тараканов И. Г. Фотоморфогенетическая регуляция роста, развития и продукционного процесса растений земляники садовой (Fragaria×ananassa L.) в условиях светокультурыИзвестия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2015; 3: 25-35. URL: https://cyberleninka.ru/article/n/fotomorfogeneticheskaya-regulyatsiya-r....
30. Li Y., Xin G., Liu C., Shi Q., Yang F., Wei M. Effects of red and blue light on leaf anatomy, CO2 assimilation and the photosyntheticelectron transport capacity of sweet pepper (Capsicum annuum L.) seedlings. BMC Plant Biol. 2020; 20(1): 1-16. DOI: https://doi.org/10.21203/rs.2.24179/v3.
31. Обуховская Л. В., Куделина Т. Н., Константинов А. В. Адаптация ex vitro микроклонально размноженных растений карельской березы (Betula pendula var. Carelica Mercl.) в условиях полноспектрального LED-освещения при варьировании физиологически важных спектральных диапазонов. Клеточная биология и биотехнология растений: тез. докл. III Междунар. науч.-практ. конф., Респ. Беларусь, Минск, 24-27 мая 2022 г. Белорус. гос. ун-т, Ин-т леса НАН Беларуси ; редкол.: В. В. Демидчик (гл. ред.) [и др.]. Минск : БГУ, 2022. 72 с. URL: https://elib.bsu.by/bitstream/123456789/281098/1/72.pdf.
32. Цельникер Ю. Л.Физиологические основы теневыносливости древесных растений. М., 1978. 212 с.
33. Cioć M., Szewczyk A., Żupnik M., Kalisz A., Pawłowska B. LED lighting affects plant growth, morphogenesis and phytochemical contents of Myrtus communis L. in vitroPlant Cell, Tissue Organ Cult. 2018; 132 (3): 433-447. DOI: https://doi.org/10.1007/s11240-017-1340-2.
34. Lim C. H., Guan T. S., Chan Hong E. (et al.). Effect of different LED lights spectrum on the in vitro germination of gacseed (Momordica cochinchinensis)Aust. J. Crop Sci. 2020; 14(11): 1715-1722. DOI: https://doi.org/10.21475/ajcs.20.14.11.p1693).
35. Macedo A. F., Leal-Costa M. V., Tavares E. S., Lage C. L. S., Esquibel M. A. The effect of light quality on leaf production and development of in vitro-cultured plants of Alternanthera brasiliana Kuntze. Environ. Exp. Bot. 2011; 70(1): 43-50. DOI: https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2010.05.012.
36. Poncetta P., Ioratti D., Mignani I., Giongo L. In vitro propagation of red raspberry under light-emitting diodes (LEDs). Acta Horticulturae. 2015; 1155: 369-374. DOI: https://doi.org/10.17660/actahortic.2017.1155.54.
37. Silvestri C., Caceres M. E., Ceccarelli M., Pica A. L., Rugini E., Cristofori V. Influence of Continuous Spectrum Light on Morphological Traits and Leaf Anatomy of Hazelnut Plantlets. Front. Recent Dev. Plant Sci. 2019; 10: 1-12. DOI: https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01318.
38. .Lotfi M., Mars M., Werbrouck S. Optimizing pear micropropagation and rooting with light emitting diodes and trans-cinnamic acidPlant Growth Regul. 2019; 88(2): 173-180. DOI: https://doi.org/10.1007/s10725-019-00498-y.
39. Амброс Е. В., Толузакова С. Ю., Новикова Т. И. Влияние светодиодного и люминесцентного освещений на развитие растений-регенерантов Fragaria×ananassa Duch. на этапе укоренения in vitro Плодоводство и ягодоводство России. 2017; 48(2): 18-24. URL: https://www.plodovodstvo.com/jour/article/view/70.
40. Roni M. Z. K., Islam M. S., Shimasaki K. Response of Eustoma leaf phenotype and photosynthetic performance to LED light quality. Acta Hortic. 2017; 3(4): 1-16. DOI: https://doi.org/10.3390/horticulturae3.
41. Chen L. L., Zhang K., Gong X. C. (et al.). Effects of different LEDs light spectrum on the growth, leaf anatomy, and chloroplast ultrastructure of potato plantlets in vitro and minituber production after transplanting in the green house. J. Integr. Agric. 2020; 19(1): 108-119. DOI: https://doi.org/10.1016/S2095-3119(19)62633-X.
42. Pillitteri L. J., Torii K. U. Mechanisms of stomatal development. Annu. Rev. Plant Biol. 2012; 63: 591-614. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-042811-105451.
43. Kim S. J., Hahn E. J., Heo J. W., Paek, K. Y. Effects of LEDs on net photosynthetic rate, growth and leaf stomata of chrysanthemum plantlets in vitroSci. Hortic. 2004; 101(1-2): 143-151. DOI: https://doi.org/10.1016/j.scienta.2003.10.003.
